Doenças da Canola

Canela-preta

Esta doença, denominada blackleg ou phoma stem canker em inglês, é causada por duas espécies de Leptosphaeria: Leptosphaeria maculans (Fuckel) Ces. & De Not. [anamorfo Phoma lingam (Tode) Desm], em sua forma virulenta, e Leptosphaeria biglobosa Shoemaker & H. Brun (anamorfo Phoma wasabiae Yokogi), em sua forma menos agressiva. Constitui uma das doenças mais importantes da canola no mundo, ocorrendo na América (Canadá, EUA, México, Brasil, Argentina e Paraguai), na Europa, na Austrália e em alguns países da África. Na Austrália, chegou a inviabilizar o cultivo de canola. Atualmente, a redução média de produtividade é de 10%, embora possa alcançar de 30% a 50%. Os primeiros registros no Brasil datam de 1993, no Paraná. A severidade da doença foi elevada em lavouras dos híbridos Hyola 401 e Hyola 420 na região noroeste do RS na safra 2000, e danos foram maiores em lavouras com plantas debilitadas por geadas, ocorridas logo após a emergência das plantas, ou com injúrias relacionadas a resíduos de herbicidas.

A doença ocorre em várias situações climáticas, em diferentes variedades e com diversas práticas culturais. O nível de danos está relacionado à estrutura da população do patógeno. Isolados mais agressivos (de L. maculans, antigamente referenciados como “grupo A” ou PG [Patogenicity Group]2, PG3 e PG4 ) causam danos superiores a 50%. Isolados menos agressivos (de L. biglobosa, também conhecidos como “grupo B” ou PG1) infectam plantas no final do ciclo, causando danos inferiores a 2%. No Brasil, foram identificados isolados das duas espécies (PG3 e PG1).

O patógeno pode infectar todos os órgãos aéreos da canola. Nas fases iniciais de desenvolvimento, o tombamento causa falhas de germinação ou morte de plântulas. Os sintomas em cotilédones e folhas consistem em lesões circulares a irregulares, de coloração branco-sujo a amarelo-claro (Figura 1), que progridem para infecção sistêmica dos tecidos. Isolados de L. maculans causam cancros na base da haste (cancros da coroa, Figura 2), enquanto que isolados de L. biglobosa causam lesões marrom-claras com margem escura na porção superior da haste (chamadas lesões de phoma ou de caule). Cancros da coroa causam maiores danos, pois impedem a nutrição adequada da planta, reduzem o ciclo da cultura e ocasionam a maturação e rompimento prematuro das síliquas, com perda de grãos, podendo causar, também, apodrecimento de raízes.

O patógeno é disseminado pela semente, sendo essa via importante na infestação de novas áreas. No Canadá, até 2% de sementes de canola apresentaram colônias de L. maculans. Durante a fase assexual, picnídios (pequenas estruturas negras puntiformes) são formados sobre as lesões, liberando massas rosadas de esporos. A fase sexual ocorre tanto em cancros quanto em restos culturais (Figura 3), com a produção de peritécios e liberação de ascosporos, capazes de viajar pelo ar a longas distâncias. No outono ou inverno, respingos de chuva disparam a liberação de esporos dos restos culturais. Lesões visíveis em cotilédones e folhas jovens desenvolvem-se após duas semanas do início da infecção. Destas lesões, o patógeno migra pelo sistema vascular até a coroa, onde causa cancro, ou causando lesões no caule (Figura 4).

Desenvolvimento tanto de lesões no caule quanto de cancros na coroa é mais rápido em regiões com alta temperatura no período do florescimento até a colheita, o que ocorre na Austrália e no Canadá. Esporos produzidos em picnídios são responsáveis por infecções secundárias a curta distância, sendo disseminados por respingos de chuva.

Como medidas de controle, indica-se: resistência genética, manejo de restos culturais, rotação de culturas e uso de sementes sadias.

• Cultivares resistentes: na Austrália, cultivares ou híbridos com reação moderadamente suscetível (MS) são considerados adequados para uso em regiões de baixa precipitação pluvial, e aqueles com, pelo menos, reação moderadamente resistente (MR) são indicados para áreas de média a alta precipitação pluvial. No Brasil, foram introduzidos híbridos de canola resistentes desenvolvidos na Austrália (ver o item “Sementes” desta publicação). Nove genes maiores controlando a resistência à L. maculans (Rlm1 – Rlm9) estão caracterizados. Em várias situações, o patógeno quebrou a resistência após três a quatro anos de uso de novos híbridos resistentes. Por isso, as demais medidas de controle cultural, descritas a seguir, devem ser usadas em conjunto.
• Pelo menos um ano de rotação de culturas é necessário em áreas onde houve ocorrência de canela preta, ou até a decomposição de restos culturais infectados.
• Implantação de lavoura de canola distante de área afetada pela doença no ano anterior. Na Austrália, a pressão da doença cai marcadamente a partir de 200 m de distância e continua a declinar até 500 m, e parece não haver vantagem em aumentar o isolamento a partir desta distância.
• Para não introduzir o patógeno em áreas isentas, ou para evitar sua reintrodução após rotação ou uso de híbridos resistentes, indica-se o uso de sementes: a) de genótipos resistentes; b) produzidas em áreas adversas para ocorrência de canela preta; e c) submetidas à análise de sanidade.

A aplicação de fungicida na parte aérea da canola, no estádio de 2 a 4 folhas, é prática frequente na Europa, mas só é viável em lavouras com potencial para altos rendimentos. Vários produtos são indicados no Canadá, na Austrália e na França. No Brasil, não há registro de fungicidas para controle da doença.

Foto: Gilberto Omar Tomm

Figura 1. Sintoma de infecção foliar de Phoma lingam (forma anamórfica de Leptosphaeria maculans), mostrando pequenos pontos negros em seu interior (picnídios).

Foto: Gilberto Omar Tomm

Figura 2. Sintoma típico de canela preta na base de caule de planta de canola, geralmente mais visível a partir da floração.

Foto: Paulo Kurtz / Leila Costamilan

Figura 3. Peritécios de Leptosphaeria maculans (estruturas pretas) em restos culturais de canola.

Figura 4. Ciclo de vida de Leptosphaeria maculans, agente causal de canela preta em plantas de canola.

Mofo branco

Doença causada pelo fungo Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary, o qual infecta mais de quatrocentas espécies de plantas daninhas e de culturas dicotiledôneas, entre as quais soja, girassol e feijão, além de canola. É relatada causando danos nos EUA, no oeste do Canadá (redução média de produtividade entre 10% e 15%) e na Austrália, onde danos acima de 20% foram registrados. No Brasil, foi considerada a principal doença fúngica da canola entre 1997 e 2002. Tem potencial de causar danos em lavouras da região Sul e em áreas de temperatura amena do Cerrado, onde a canola integra sistemas de produção com a cultura de soja, o que poderia ameaçar a estabilidade do sistema de exploração agrícola desta última. Além de provocar redução quantitativa na produção de sementes ou grãos, a doença influi negativamente na produção e na qualidade de óleo de canola.

A colonização ocorre entre a fase de elongação e a fase de maturação fisiológica, mas os sintomas não são visíveis até o desenvolvimento das síliquas. A doença causa murcha de plantas afetadas, com queda foliar e podridão seca dos tecidos colonizados. Caules e ramos laterais colonizados apresentam cor palha ou marrom, sem perda de consistência (Figura 5). Em condições de alta umidade, micélio branco denso desenvolve-se nestas lesões, com presença ou não de estruturas escuras, de resistência, chamadas escleródios. Em infecções severas, as síliquas também são atingidas. Na maturação fisiológica, os tecidos colonizados apresentam aspecto seco, de coloração cinza, e ausência de micélio. Plantas doentes mostram aceleração na maturação, aspecto seco ou amarelado e as síliquas contêm sementes chochas.

O patógeno é introduzido em áreas novas por sementes contaminadas (tanto internamente quanto com a presença de escleródios no lote de sementes) e permanece na área formando novos escleródios na cavidade de caules e hastes. Estes tecidos tornam-se secos e quebradiços, o que facilita a liberação do patógeno. Os escleródios permanecem viáveis no solo por vários anos, e podem infectar plantas de canola de duas formas: germinando diretamente e formando micélio, ou desenvolvendo apotécios, dos quais são liberados ascosporos. Estes viajam em correntes aéreas, infectando plantas distantes em até 150 m, usando como substrato tecidos florais mortos ou em senescência (pétalas), depositados sobre folhas ou presos em intersecções de ramos laterais (Figura 6). A infecção é favorecida por longos períodos de temperatura amena (entre 10 ºC e 12 ºC por 10 a 14 dias).

Não há método de controle completamente efetivo. Devido à capacidade de sobrevivência em solo, sementes e em múltiplos hospedeiros, o controle é dificultado. O manejo da doença deve ser integrado, com uso de várias práticas, para evitar entrada de inóculo em áreas livres ou, após a instalação da doença, para diminuir o inóculo inicial. Indica-se:

• rotação de culturas com espécies não suscetíveis, como gramíneas, por no mínimo quatro anos. Os benefícios desta prática podem ser reduzidos se houver mofo branco ou apotécios no solo em lavouras próximas;
• usar semente sadia, produzida em campos sem doença, e sem a presença de escleródios no lote;
• evitar sucessões canola/culturas suscetíveis (como soja ou feijão) em áreas onde a doença foi observada;
• realizar semeadura direta em solo com cobertura uniforme de palha oriunda de cultura não hospedeira de mofo branco (ex.: gramíneas). Esta prática dificulta a dispersão de ascosporos e favorece a ação de micro-organismos antagônicos ao patógeno;
• controlar plantas daninhas suscetíveis (“folhas largas”) e plantas voluntárias de canola ("guachas ou tigueras").

Não há cultivares ou híbridos de canola completamente resistentes a mofo branco. O Mofo Branco, é doença fúngica de solo, influenciada por rotação de cultivos e pelo sistema de produção estabelecido. Estudos recentes identificaram linhagens chinesas com resistência poligênica promissora à Sclerotinia na China (TIEDMANN, 2011) cuja eficiência em ambientes favoráveis à doença na Austrália foi comprovada (BARBETTI et al., 2012). Assim, nos próximos anos a alternativa mais eficaz para o controle de Sclerotinia, continuará sendo o emprego de fungicidas (TIEDMANN, 2011). Segundo Falak et al. (2011), no Canadá, a aplicação foliar de fungicidas apresenta sucesso variável apesar de critérios de previsão da ocorrência de Sclerotinia e do uso de fungicidas avançados. A Pioneer registrou em 2008, o híbrido 45S51, e em 2010, o 45S52. Testes em larga escala durante quatro anos compararam o controle genético com aquele de fungicidas e indicaram severidade da Sclerotinia menor que 50% a campo em 45S51 comparado com variedades não resistentes. O controle com 45S51 foi inferior ao dos fungicidas a campo, mas 45S52 foi notavelmente superior. O melhor controle à Sclerotinia foi obtido pela aplicação de fungicidas em híbridos com maior resistência genética (FALAK et al., 2011).

No Canadá, cultivares que produzem flores com pouca ou nenhuma pétala apresentaram menores índices de infecção que cultivares com flores normais. Entretanto, esta linha de pesquisa foi abandonada devido ao menor rendimento destes genótipos, comparativamente àqueles com pétalas normais (Com. pessoal Dr. Greg Buzza a Gilberto O. Tomm em 16/4/2003).

Na Austrália e no Canadá, indica-se uso de fungicidas de forma preventiva, quando as plantas estiverem entre 20% e 30% de florescimento, mas apenas em lavouras com perspectivas de altos rendimentos de grãos (entre 2.300 e 2.700 kg/ha, no caso do Canadá). Não há fungicidas registrados para uso em canola, no Brasil, e o controle químico de mofo branco com fungicidas está sendo avaliado.

Controle biológico, com aplicação de agentes microbianos, e transgenia também estão sendo investigados, mas os resultados ainda não são precisos.

Foto: Gilberto Omar Tomm

Figura 5. Caule de planta de canola com tecidos mortos pela infecção de Sclerotinia sclerotiorum, presença de escleródios (estruturas pretas no interior do caule morto) e micélio branco, típico do fungo.

Figura 6. Ciclo de vida de Sclerotinia sclerotiorum, causador de mofo branco em plantas de canola.

Podridão negra das crucíferas

É uma das mais destrutivas doenças das brassicáceas, causada pela bactéria Xanthomonas campestris pv. campestris. Tem distribuição mundial e pode ser encontrada na maioria das lavouras de canola, no Brasil.

Infecta folhas, caules, hastes e síliquas, em qualquer fase de desenvolvimento das plantas. Os sintomas caracterizam-se por manchas foliares circundadas por halo amarelo, evoluindo para lesões em formato de “V”, a partir da margem foliar (Figura 7). Tecidos vasculares infectados tomam coloração negra ou marrom-escura, e a planta murcha.

Condições climáticas favoráveis para a doença incluem temperatura alta (entre 28 ºC e 30 ºC) e períodos chuvosos na fase de desenvolvimento da cultura. A bactéria penetra pincipalmente por gotículas de água exsudadas por hidatódios localizados nas margens foliares, causando o sintoma típico nas bordas das folhas. Ferimentos e aberturas naturais são outros locais de infecção (Figura 8), que pode ser favorecida por geadas, pois a bactéria é nucleadora de gelo, e o rompimento dos tecidos, pelo efeito do congelamento, favorece a penetração de X. campestrispv. campestris.

Não há cultivares de canola com resistência à doença. Como medidas de controle, indica-se:

• empregar somente sementes com sanidade comprovada, pois a principal fonte primária de inóculo é sementes infectadas;
• fazer rotação com culturas não hospedeiras (das diversas espécies brassicaceas, como nabo-forrageiro) até decomposição dos restos culturais da safra anterior;
• controlar plantas daninhas da família das brassicáceas (como a nabiça) e plantas voluntárias de canola durante o período de rotação de culturas;
• Incorporar restos culturais após a colheita, se não for área sob sistema plantio direto.

Foto: Gilberto Omar Tomm

Figura 7. Sintoma de podridão negra das crucíferas em folha de canola (manchas foliares em formato de V, a partir da margem foliar).

Figura 8. Ciclo de vida de Xanthomonas campestris pv. campestris, agente causal da podridão negra das crucíferas em plantas de canola.

Mancha de alternária

Esta doença, também conhecida como black spot, dark leaf spot ou Alternaria blight, em inglês, é causada por várias espécies do gênero Alternaria: Alternaria brassicae (Berk.) Sacc., A. brassicicola (Schwein.) Wiltshire, A. raphani J.W. Groves & Skolko e A. alternata (Fr.) Keissl., cada uma delas com vários outros hospedeiros dentro da família das brassicáceas. Tem distribuição mundial e, quando severa, afeta tanto a produção de grãos quanto a qualidade do óleo, diminuindo seu conteúdo entre 15% e 36%. Os danos no rendimento variam entre 42% e 63%, no Canadá, e são da ordem de 40% na Índia, onde é uma das principais doenças da canola. No Brasil, a doença diminuiu a produção de sementes no Estado de São Paulo, causou danos no Rio Grande do Sul e esteve amplamente distribuída no Estado do Paraná entre 1997 e 2002.

A doença pode afetar plantas de canola em qualquer estádio de desenvolvimento. A transmissão ocorre por sementes infectadas, causando tombamento de plântulas ou pequenas manchas escuras em cotilédones e hipocótilos. Em estádios iniciais, a infecção pode rapidamente se instalar e resultar em níveis severos da doença e, finalmente, morte de plantas. Nas folhas, formam-se manchas arredondadas com halo amarelado, com aspecto de alvo devido à presença de estruturas escuras concêntricas dentro da mancha. Estas manchas podem medir entre 1 mm e 20 mm e, em grande quantidade, levam à murcha e à morte de folhas, podendo causar aborto de flores. Manchas escuras arredondadas e deprimidas são formadas em caules e em síliquas, acelerando a secagem e causando abertura das mesmas e queda de grãos antes da colheita. Nestes casos, é comum observar-se plântulas de canola recém-emergidas quando da colheita da safra.

Os esporos produzidos nestes tecidos são disseminados pelo vento e a doença alastra-se com o molhamento proveniente de clima úmido na primavera (Figura 9). O patógeno sobrevive em restos culturais e libera esporos no ar. Temperaturas amenas (entre 17 ºC a 24 ºC) e alta umidade são favoráveis para o desenvolvimento da doença, que progride mais rapidamente em lavouras com menores espaçamentos entre linhas e com doses de nitrogênio superiores a 80 kg/ha.

Como medidas de controle, indica-se:

• usar sementes com boas qualidades fisiológica e sanitária, de procedência confiável, para evitar introdução do patógeno em áreas isentas ou reintrodução, após rotação de culturas. Armazenamento a 35 ºC, por certo período, ou imersão em água a 50 ºC, por 30 min, são alternativas que eliminam inóculo de sementes. Não há fungicidas registrados para uso em semente de canola ou para aplicação em lavouras, no Brasil;
• fazer rotação com culturas não hospedeiras (eliminando as brassicáceas) até decomposição de restos culturais contaminados;
• controlar plantas voluntárias de canola e plantas daninhas, no período de rotação de culturas.

Figura 9. Ciclo de vida de Alternaria spp., agente causal da mancha de alternaria em plantas de canola.

Pragas da Canola

Insetos

Resultados de pesquisa com manejo e controle de insetos-praga na cultura da canola, no Brasil, são escassos. A principal referência nessa área foi publicada na década de 1990 (DOMINICIANOS; SANTOS, 1996).

A canola, ao longo do seu ciclo de desenvolvimento, é danificada por diversos insetos que atacam raízes, folhas, inflorescências e síliquas/grãos.

Neste tópico, serão apresentados os principais insetos-praga da cultura, seus danos e manejo (algumas vezes adaptado de outras culturas).

Insetos rizófagos - corós

As principais espécies que ocorrem no Rio Grande do Sul são o coró-das-pastagens (Diloboderusabderus) e o coró-do-trigo (Phyllophaga triticophaga) (Coleoptera: Scarabaeidae) (Figura 1). Os danos são ocasionados pelas larvas, denominadas popularmente de corós, que, ao consumirem as raízes, causam a morte de plântulas, redução no crescimento de plantas, amarelecimento e murchamento de folhas. Após a destruição completa das raízes, plântulas inteiras podem ser puxadas para dentro do solo e consumidas.

Sempre que for possível, evitar a semeadura de canola em áreas com infestação por corós, tendo em vista que:

1. A área de cultivo de canola no Brasil é muito menor que a área semeada com outras culturas oleaginosas.
2. O uso de tratamento de sementes, ou outro controle químico, para o controle de corós onera a cultura, podendo diminuir a viabilidade econômica da mesma.
3. A quantidade de sementes de canola empregada, em torno de 3 kg/ha, constitui veículo limitado para a quantidade de inseticida necessária ao controle de corós.

Devido à carência de resultados de pesquisa acerca do controle de corós na cultura da canola sugere-se o manejo e as informações geradas por Pereira; Salvadori (2011) para essas pragas na cultura do trigo:

• Fazer amostragens de solo (trincheiras) para identificar a(s) espécie(s) ocorrente(s) (nem todas são pragas) e a densidade (nº de corós rizófagos/m²);
• O nível de controle para corós-praga na cultura do trigo é de 5 corós-praga/m²;
• Em trigo, altas populações (>15 corós/m²), não são eficientemente controladas, mesmo com doses altas de inseticida nas sementes devido ao curto efeito residual e longo período de vida da praga;
• Para a cultura do trigo os inseticidas à base dos princípios ativos acetamiprido, carbosulfano, fipronil, imidacloprido, tiametoxam e tiodicarbe estão registrados para o controle do coró D. abderus e para o controle do coró P. triticophaga é registrada a mistura dos ingredientes ativos imidaclopride + tiodicarbe (AGROFIT, 2012).
• A viabilidade econômica do controle dos corós depende da relação entre preços do inseticida e dos grãos de canola, da dose de defensivo necessária, do potencial de rendimento da lavoura e do tamanho da área infestada em relação a toda a lavoura;
• Levar em conta que existem espécies de corós de ciclo anual (D. abderus) e de ciclo bianual (P. triticophaga), sendo que esta última pode ocorrer em anos alternados;
• A mortalidade natural (controle biológico) geralmente é elevada e o nível das infestações varia de ano para ano.

Fotos: Paulo Roberto Valle da Silva Pereira

Figura 1. Principais espécies de corós rizófagos (Coleoptera Scarabaeidae).

Insetos desfolhadores – traça-das-crucíferas, formigas-cortadeiras e vaquinhas

Esses insetos, ao se alimentarem das folhas, diminuem a área fotossintética das plantas, ocasionando redução de crescimento, de produção e, quando a desfolha ocorre no início de desenvolvimento da cultura, a morte de plântulas.

A área foliar possui importância decisiva no rendimento de grãos, especialmente no início da floração (Tabela 1). Portanto, deve-se monitorar com mais frequência nessa fase crítica e, se necessário, realizar o controle de insetos.

Tabela 1. Importância da área foliar no rendimento de grãos de canola na floração, no Canadá.

Estádio de desenvolvimento	Área foliar destruída (%)
	10	50	100
	Redução no rendimento de grãos (%)
Início da floração	2	12	25
5o dia de floração	2	8	16
10o dia de floração	1	4	8

Fonte: Thomas (2003).

Traça-das-crucíferas

A traça-das-crucíferas, Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae) (Figura 2a), é a praga mais importante na cultura da canola no Rio Grande do Sul. Seus danos são ocasionados pelas larvas (lagartas) que causam desfolhamentos e, em altas populações, também podem consumir as hastes e a epiderme das síliquas. Surtos dessa praga, se iniciados antes da floração, podem causar sérios danos e prejuízos à cultura. Maiores densidades populacionais e danos tem sido relacionados em períodos de estiagem.

No Canadá, o nível de controle é de 2 a 3 larvas/planta (THOMAS, 2003). No Brasil, Dominiciano & Santos (1996) mencionaram a necessidade de controle com o uso de inseticida quando houver infestação generalizada de larvas e cerca de 10% de desfolha. Com relação ao controle químico, deve-se dar preferência à utilização de inseticidas reguladores de crescimento, em função de suas características favoráveis de eficiência, residualidade e seletividade. Atualmente, existe um único inseticida registrado para o controle da traça-da-crucíferas, para a cultura da canola, cujo ingrediente ativo é a bifentrina, do grupo químico dos piretróides (AGROFIT, 2012). Após o controle de P. xylostella em lavoura que já tenha as síliquas formadas, dificilmente haverá tempo para que uma nova infestação possa danificar a cultura, pois as plantas já estarão na fase de maturação dos grãos.

Formigas-cortadeiras

As principais formigas-cortadeiras são as saúvas (Atta spp.) (Figura 2b) e quenquéns (Acromyrmex spp.) (Hymenoptera: Formicidae). Essas pragas, ao desfolharem as plantas de canola, reduzem a área fotossintética, resultando em reduções no crescimento, na produção e, dependendo do nível de desfolha, também na morte das plantas. O controle dessas formigas deve ser realizado principalmente na fase inicial da cultura.

Para controle de insetos que atacam no período de estabelecimento da canola, os agricultores têm empregado alternativas como: 1) a aplicação de inseticidas na operação de dessecação antes da semeadura da canola; 2) a aplicação de inseticidas na linha de semeadura, usando aplicadores de granulados acoplados às semeadoras, e 3) aplicação de inseticidas logo após a emergência da canola para o controle de formigas.

Vaquinhas

Uma das vaquinhas mais frequentemente encontradas na cultura da canola, ocasionando danos, é a Diabrotica speciosa (Coleoptera: Chrysomelidae) (Figura 2c). É uma praga que ataca muitas culturas (polífaga) e, em canola, os adultos dessa espécie desfolham as plantas especialmente da fase cotiledonar até a fase de 2-3 folhas verdadeiras. Os danos são mais frequentes em lavouras semeadas no início do período recomendado. Em determinadas lavouras o tratamento de sementes com inseticidas permitiu proteger as plântulas por até 20 dias.

Outra espécie que tem sido observada causando danos na cultura da canola no Rio Grande do Sul é Lagria villosa (Coleoptera: Lagriidae) (Figura 2d). Adultos e larvas dessa praga podem eventualmente atacar o colo e desfolhar plantas jovens de canola causando reduções de crescimento e produção, e, em altas infestações, podem ocasionar a morte das plantas.

Não há níveis de controle estabelecidos e nem inseticidas registrados para o controle dessas pragas em canola (AGROFIT, 2012).

Insetos sugadores de ramos, folhas e inflorescências – tripes e pulgões

Tripes

A espécie que tem sido observada infestando plantas de canola é Frankliniella occidentalis(Thysanoptera: Thripidae) (Figura 2e) (MARSARO JÚNIOR et al. 2012). Os danos são provocados por ninfas e adultos que sugam o tecido da superfície das folhas, originando sintomas de raspagem. Esses danos podem reduzir a taxa fotossintética das folhas atacadas, mas ainda não se sabe qual o impacto dessa praga para a produtividade da cultura. Atualmente, não há inseticidas registrados para o controle dessa praga em canola (AGROFIT, 2012).

Pulgões

As principais espécies de pulgões encontradas na canola são Myzus persicae (Figura 2f), que geralmente ataca da emergência até a fase de roseta, Brevicoryne brassicae e Lipaphis sp. (Hemiptera: Aphididae) (Figura 2g), que ocorrem em reboleiras ou em infestações generalizadas, principalmente nas inflorescências, no período da elongação à maturação. Os pulgões podem ser encontrados na face inferior das folhas e cotilédones, no caule, nas inflorescências e também nas síliquas.

Em razão do aparelho bucal sugador, ao se alimentar da seiva das plantas os pulgões provocam deformações e enrolamento das folhas (reduzindo a capacidade fotossintética) e redução do potencial produtivo (quando atacam as inflorescências). Em infestações severas os pulgões podem levar as plantas à morte.

Segundo Dominiciano & Santos (1996), o nível de controle para pulgões na cultura da canola é atingido quando forem detectadas na lavoura cerca de 25% de plantas com infestação nas inflorescências. Atualmente, não há inseticidas registrados para o controle dessas pragas na cultura da canola (AGROFIT, 2012).

Fotos: Paulo Roberto Valle da Silva Pereira (a) e Alberto Luiz Marsaro Júnior (b, c, d, e, f, g).

Figura 2. Desfolhadores e sugadores de ramos e inflorescências: a) Plutella xylostella, b) Atta sp., c) Diabrotica speciosa, d) Lagria villosa, e) Frankliniella occidentalis, f) Myzus persicae e g) Lipaphis sp.

Insetos sugadores de síliquas/grãos - percevejos

As espécies de percevejos que têm sido observadas na cultura da canola no Rio Grande do Sul são: Nezara viridula, Piezodorus guildinii, Euschistus heros e Dichelops furcatus (Hemiptera: Pentatomidae) e Neomegalotomus parvus (Hemiptera: Alydidae) (Figura 3). Ninfas e adultos dessas espécies sugam os grãos reduzindo-lhes principalmente o peso. O controle é especialmente importante após o início da formação das síliquas, devido ao grande efeito negativo sobre o rendimento de grãos nessa fase de desenvolvimento da cultura. Não há, no momento, inseticidas registrados para o controle dessas pragas na cultura da canola (AGROFIT, 2012).

Fotos: Paulo Roberto Valle da Silva Pereira (a, b, c) e Alberto Luiz Marsaro Júnior (d, e).

Figura 3. Insetos sugadores de síliquas/grãos: a) Nezara viridula, b) Piezodorus guildinii, c) Euschistus heros, d) Neomegalotomus parvus e e) Dichelops furcatus.

Monitoramento e controle de insetos-praga

• Vistoriar periodicamente a lavoura, verificando, mais frequente e cuidadosamente a partir do início do surgimento de insetos-praga ou de seus danos.
• Começar a observação pelas raízes, hastes, face inferior das folhas e, principalmente, pelos ponteiros e as flores.
• Verificar durante o dia se existe lagartas abaixo da superfície do solo e ao redor da base das plântulas. Durante a noite, examinar a superfície do solo.
• Ao realizar os monitoramentos, lembrar que insetos-praga localizam-se inicialmente nas bordas da lavoura.
• Procurar orientação técnica para identificação correta dos insetos-praga (cujas espécies podem variar de acordo com a região do país), verificação do nível de dano econômico e recomendação de controle.
• Utilizar, de preferência, inseticidas seletivos para abelhas e para inimigos naturais dos insetos-pragas.
• Utilizar inseticidas para o controle de pragas somente quando necessário, de forma curativa quando em pulverização.
• Havendo a necessidade de se utilizar inseticidas tóxicos para as abelhas, caso não haja inseticidas seletivos disponíveis, deve-se realizar as aplicações somente no início da manhã ou no final da tarde, visando à redução do impacto dos pesticidas sobre as abelhas e polinização.
• Antes de utilizar qualquer produto químico para o controle de pragas na cultura da canola deve-se consultar o Agrofit, “Agrofit: sistema de agrotóxicos fitossanitários”, que está disponível em http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons, para verificar se o produto está registrado para o controle da praga alvo na cultura da canola.
• Atualmente, o único inseticida disponível para o controle de insetos-praga na cultura da canola, no Brasil, apresenta o ingrediente ativo bifentrina, é do grupo químico dos piretróides, e está registrado para a traça-das-crucíferas, P. xylostella (AGROFIT, 2012).

Calagem e adubação na Canola

Calagem

A canola é uma planta exigente em termos de pH do solo, que deve estar entre 5,5 e 6,0. Se necessário, o corretivo deve ser aplicado cerca de 3 a 6 meses antes de semear a cultura. Independente de ser realizada a calagem, solos muito ácidos não são indicados para o cultivo de canola.

Em áreas sob plantio direto, coletar amostras compostas na profundidades de 0 a 10 cm. Sob preparo convencional de solo, coletar as amostras de 0 a 20 cm de profundidade. A análise de solo de 10 a 20 cm é importante para conhecer o pH desta camada, já que o pH é um atributo relevante para o desenvolvimento desta cultura.

Adubação

A demanda de macronutrientes pela planta de canola consta no Quadro 1, e o teor destes no grão em comparação com o trigo consta no Quadro 2. A diferença entre os valores dos Quadros 1 e 2 é a quantidade aproximada de nutrientes que permanece na palha da canola, verificando-se alta demanda de K pela planta, mas teor baixo no grão.

Quadro 1. Quantidade aproximada de macronutrientes (kg) absorvidos pela planta de canola para a produção de 1 t de grãos.

N	P205	K20	S
80	34	114	21

Fonte: Halliday et al., 1992.

Quadro 2 . Quantidade aproximada de nutrientes contidos (kg) em uma tonelada de grãos de canola, e trigo.

Cultura	Nitrogênio (N)	Fósforo (P)	Potássio (K2O)	Enxofre (S)
Canola	40	15	9	7
Trigo	22	10	6	2

Fonte: Halliday et al. (1992); Manual...(2004).

Nitrogênio

A cultura da canola é muito responsiva ao aporte de fertilizante nitrogenado. A adubação com N é a prática de campo que mais eleva o rendimento da cultura. Experimentos conduzidos em vários solos do RS, em várias safras, têm demonstrado que a canola sempre responde à aplicação de N.

A quantidade de N indicada para a canola consta no Quadro 3. Para expectativa de rendimento superior a 1,5 t/ha, acrescentar 20 kg de N/ha, por tonelada adicional de grãos. Do total indicado no Quadro 3, aplicar, na semeadura, 30 kg de N/ha. O restante deve ser aplicado em cobertura, quando as plantas apresentarem quatro folhas verdadeiras (as que crescem após as duas folhas cotiledonares) (Figura 1). Aplicações tardias de N não são indicadas.

Preferencialmente, 30 kg de N/ha deve ser aplicado na semeadura e o restante em cobertura no sul do Brasil. Estudos conduzidos em Goiás (TOMM et al., 2005) levam a indicar que é preferível aplicar toda a adubação na semeadura nas regiões em que as chuvas diminuem a partir da época de semeadura até quantidades pouco significativas, comum em latitudes menores que 24 graus.

As fontes de N fertilizante constam no Quadro 4. Eventuais diferenças na eficiência de uso de N decorrem de condições climáticas, mormente da chuva após a aplicação do fertilizante em cobertura. Idealmente, a aplicação de N em cobertura deve ser feita precedendo de chuva de pelo menos 20 mm, pois neste caso, a perda de N por volatilização de amônia, mormente da ureia, não ocorre.

Quadro 3. Adubação com nitrogênio sugerida para a cultura da canola para expectativa de rendimento de grãos de até 1.500 kg/ha.

Teor de matéria orgânica no solo (%)	Nitrogênio (kg de N/ha)
≤2,5	60
2,6 – 5,0	40
>5,0	≤30

Fonte: Manual..., 2004 (ver Referências).

Foto: Gilberto O. Tomm

Figura 1. Ponto ideal para aplicação de nitrogênio em cobertura: quatro folhas verdadeiras (as duas folhas cotiledonares, provenientes da semente, não são incluídas na contagem).

Quadro 4. Concentração de nutrientes em fertilizantes nitrogenados (garantia mínima).

Fertilizante	Nitrogênio (%)	Enxofre (%)
Ureia	45	0
Sulfato de amônio	20	22 a 24
Nitrato de amônio	32	0

Fonte: SBCS, 2004.

Enxofre

Por ser planta produtora de óleo e de proteína, a canola é exigente em termos de suprimento de enxofre (S). A deficiência de enxofre causa alta taxa de abortamento de flores, síliquas pequenas, mal formadas ou apresentando engrossamento. Caso o resultado da análise de solo indicar disponibilidade menor que 10 mg S/dm³, é recomendável aplicar 20 kg de S/ha, o que é importante para solos com baixo teor de matéria orgânica. Esta quantidade pode ser suprida com 150 kg/ha de gesso (13% de S), que deve ser aplicada antes da semeadura ou logo após, ou, então, mediante o uso de fertilizantes que contém enxofre (Quadro 4). Quando é empregado enxofre elementar, há necessidade de certo tempo para a sua transformação em sulfato, que depende da umidade e da temperatura do solo. O emprego de sulfato de amônio, na adubação de cobertura, pode suprir a demanda de N e de enxofre, mas o custo unitário de N é maior do que da ureia.

Fósforo e Potássio

Em solos que apresentam elevados rendimentos de grãos de soja e de milho para os padrões da região, não têm sido observadas deficiências de fósforo e de potássio em canola. O Quadro 5 apresenta as recomendações de P₂O₅ e de K₂O para a cultura.

Quadro 5. Adubação com fósforo e potássio para a cultura da canola.

Interpretação do teor de P ou de K no solo	Fósforo por cultivo (kg de P2O5/ha)		Potássio por cultivo (kg de K2O/ha)
	1º cultivo	2º cultivo	1º cultivo	2º cultivo
Muito baixo	110	70	105	65
Baixo	70	50	65	45
Médio	60	30	55	25
Alto	30	30	25	25
Muito alto	0	≤30	0	≤25

Fonte: Manual...(2004). *1º cultivo; *2 cultivo.

Para expectativa de rendimento de grãos maior que 1,5 t/ha, acrescentar, aos valores da tabela, 20 kg de P₂O₅/ha e 15 kg de K₂O/ha, por tonelada adicional de grãos. Nos teores “Muito baixo” e “Baixo” a dose indicada inclui 2/3 da adubação de correção no 1º cultivo e 1/3 da adubação de correção no 2º cultivo. No teor “Médio” toda a adubação de correção está inclusa no 1º cultivo. As quantidades para o teor “Alto” são as indicadas para a adubação de manutenção e obtenção do rendimento referência de 1,5 t/ha. As doses indicadas para os níveis “Muito baixo”, “Baixo”,e “Médio”, compreendem a adubação de correção e de manutenção.

Micronutrientes

Em função do usual teor satisfatório de micronutrientes no solo, não há necessidade de aplicar esses nutrientes especificamente para a cultura da canola no Rio Grande do Sul. A decisão, no entanto, deve ser tomada com base na análise do solo. A deficiência de micronutrientes é mais comum em solos com baixo teor de matéria orgânica e que tenham sido cultivados intensamente sem aplicação destes nutrientes.